Informations

Quelle est la région périsomatique d'un neurone ?

Quelle est la région périsomatique d'un neurone ?


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Dans la page Scholarpedia sur les interneurones, j'ai rencontré le passage suivant :

Les domaine périsomatique est responsable de la sommation des potentiels postsynaptiques provenant de toutes les branches dendritiques […]. Ainsi, la région périsomatique - et en particulier le segment initial de l'axone […] joue un rôle crucial dans la génération de sortie.

La page, cependant, ne définit pas ce qu'est réellement la région périsomatique. Que comprend la région périsomatique d'un interneurone?


Dans les cellules corticales GABAergiques avec des projections axonales locales, la région périsomatique est définie comme la partie de la membrane plasmique comprenant les dendrites proximales, le corps cellulaire et le segment initial de l'axone (Zabó et al., 2010).

Référence
- Zabo et al., Eur J Neurosci (2010); 31(12): 2234-46


'Peri' = 'dans la région de'

'soma' = 'corps cellulaire'

donc la région périsomatique est la zone dans la région du corps cellulaire - je pensais que la décomposition pourrait être utile à l'avenir car «péri» est beaucoup utilisé.


Plasticité inhibitrice périsomatique bidirectionnelle d'un Fos réseau neuronal

Les expériences comportementales activent le facteur de transcription FOS dans des populations clairsemées de neurones qui sont essentiels pour le codage et le rappel d'événements spécifiques 1,2,3. Cependant, il y a une compréhension limitée des mécanismes par lesquels l'expérience conduit à la réorganisation des circuits pour établir un réseau de Fos-cellules activées. On ne sait pas non plus si le FOS est nécessaire dans ce processus au-delà de servir de marqueur de l'activité neuronale récente et, dans l'affirmative, laquelle de ses nombreuses cibles génétiques sous-tend la réorganisation du circuit. Ici, nous démontrons que lorsque les souris s'engagent dans l'exploration spatiale de nouveaux environnements, l'inhibition périsomatique de Fos-les neurones pyramidaux CA1 hippocampiques activés par les interneurones exprimant la parvalbumine sont renforcés, tandis que l'inhibition périsomatique par les interneurones exprimant la cholécystokinine est affaiblie. Cette modulation bidirectionnelle de l'inhibition est abolie lorsque la fonction du complexe facteur de transcription FOS est perturbée. Le séquençage de l'ARN unicellulaire, le profilage de l'ARNm associé au ribosome et les analyses de la chromatine, combinés à l'électrophysiologie, révèlent que le FOS active la transcription de Scg2, un gène qui code pour plusieurs neuropeptides distincts, pour coordonner ces changements d'inhibition. Comme les interneurones exprimant la parvalbumine et la cholécystokinine médient des caractéristiques distinctes de l'activité des cellules pyramidales 4,5,6, la réorganisation dépendante de SCG2 de l'entrée synaptique inhibitrice pourrait affecter la fonction du réseau in vivo. Conformément à cette prédiction, les rythmes gamma hippocampiques et le couplage des cellules pyramidales à la phase thêta sont considérablement modifiés en l'absence de Scg2. Ces résultats révèlent un rôle instructif pour FOS et SCG2 dans l'établissement d'un réseau de Fos-neurones activés via le recâblage de l'inhibition locale pour former un état modulé sélectivement. Les mécanismes de plasticité opposés agissant sur des voies inhibitrices distinctes peuvent favoriser la consolidation des souvenirs au fil du temps.


Réorganisation synaptique du réseau inhibiteur périsomatique dans les hippocampes des patients épileptiques du lobe temporal.

Les interneurones de l'hippocampe sont classés en différents groupes fonctionnels : les cellules inhibitrices dendritiques, périsomatiques et sélectives des interneurones [1-3]. Les interneurones dendritiques projettent leurs axones vers la région dendritique des cellules principales et contrôlent leur entrée, tandis que les interneurones périsomatiques innervent le segment initial de l'axone et la région somatique (y compris les dendrites proximales) des cellules principales pour influencer leur sortie. Le troisième groupe, les cellules inhibitrices sélectives des interneurones, innerve exclusivement d'autres interneurones [4], régulant la synchronie des réseaux inhibiteurs hippocampiques [1].

Trois principaux types d'interneurones périsomatiques peuvent être distingués dans l'hippocampe humain : les cellules axo-axoniques ou lustre positives pour la parvalbumine (PV-), les cellules panier positives pour le PV et les cellules panier positives pour le récepteur des cannabinoïdes de type 1 (CB1-) contenant également de la cholécystokinine. 5]. Les deux populations de cellules panier neurochimiquement différentes ont un rôle différent dans les oscillations du réseau. Les cellules panier PV-positives sont connues pour être spécialisées dans le contrôle des rythmes tandis que les interneurones CB1-positifs influencent le réglage fin des synchronies hippocampiques [3]. Ces deux types de cellules panier se différencient par leur connectivité, leurs récepteurs, leurs neuromodulateurs et leurs neurotransmetteurs [6]. Les interneurones contenant du PV sont principalement innervés par des cellules principales locales et sont donc très efficaces dans les fonctions oscillatoires. En revanche, les cellules panier CB1-positives reçoivent une grande quantité d'entrées sous-corticales transportant des informations sur le "monde intérieur" du cerveau [7] et modulent l'activité d'ensemble synchrone en conséquence. Par conséquent, on pense que les cellules à panier PV positives fonctionnent comme des « rouages ​​d'horloge » pour les oscillations du réseau cortical, tandis que les interneurones exprimant CB1 fonctionnent comme un « dispositif de réglage fin en plastique ». L'inhibition périisomatique a un rôle important dans la génération et la régulation des ondulations d'ondes aiguës [8], des oscillations gamma [9] et des activités de type crise [10] dans les préparations de tranches d'hippocampe de rongeurs. Les premières tentatives ont été faites pour contrôler les crises via la manipulation de l'inhibition périsomatique dans des modèles animaux, en stimulant sélectivement les neurones PV-positifs et en transplantant des précurseurs d'interneurones [11-13]. Cependant, il est encore controversé de savoir si l'inhibition périsomatique de l'hippocampe humain est augmentée ou diminuée pendant les conditions épileptiques [11, 14-16]. Nous résumons ici le sort des interneurones inhibiteurs périsomatiques immunocolorés PV et CB1-immunopositifs dans l'hippocampe des patients épileptiques du lobe temporal. Nous montrons que les changements dans l'inhibition périsomatique montrent une image complexe, selon la sous-région hippocampique et le degré de sclérose.

Pour ces études, nous avons utilisé six cerveaux témoins provenant de sujets d'autopsie sans aucun signe de troubles neurologiques et 57 hippocampes prélevés chirurgicalement sur des patients atteints d'épilepsie du lobe temporal. Les cerveaux témoins ont été prélevés 2 heures après la mort et la dissection a été effectuée dans le département de médecine légale de la faculté de médecine de l'Université Semmelweis. L'étude a été approuvée par le comité d'éthique du Comité régional et institutionnel d'éthique des sciences et de la recherche du Conseil scientifique de la santé (TUKEB 5-1/1996, prolongé en 2005) et réalisée conformément à la Déclaration d'Helsinki. La méthode de fixation et la méthode de l'immunocytochimie sont décrites dans nos articles précédents [5, 17-20].

Les patients épileptiques du lobe temporal (TLE) sont généralement classés en fonction du degré d'atrophie hippocampique. Il n'y a toujours pas de consensus sur la nomenclature des sous-régions hippocampiques humaines. Les termes hile, fin folium, CA4 et région CA3c sont tous utilisés et désignent des zones légèrement différentes et (dans certains cas) se chevauchant, toutes situées dans les lames de la couche de cellules granulaires dentées [17, 21-26]. La zone de transition entre la région CA1 et le subiculum était également la partie distale de la région CA1 dirigée par CA1 dans plusieurs études [25, 26] ou prosubiculum dans d'autres [18, 23, 27]. Cependant, tous les groupes de recherche ont convenu d'établir deux groupes principaux : les patients avec ou sans sclérose de l'hippocampe. Une séparation supplémentaire des patients épileptiques a été effectuée soit sur la base de l'excitabilité des cellules granulaires, de l'étiologie et du résultat chirurgical [28], soit sur la base d'un schéma de perte cellulaire complexe [18]. L'hippocampe sclérosé a ensuite été divisé en sous-groupes, en fonction de l'atrophie du folium terminal et de la région CA1 [26]. Dans cette revue, nous suivrons les groupes établis dans [18] (voir Figure 1).

En bref, (I) Type 1 (léger) : il est similaire au témoin, sans perte de cellules principales considérable dans la région CA1. Une légère perte de certains types d'interneurones est visible dans le stratum oriens et le hile. (II) Type 2 (patchy) : la perte de cellules pyramidales est localisée dans la région CA1 sans signe d'atrophie. La perte d'interneurones est plus prononcée. (III). Type 3 (sclérotique) : la région CA1 est atrophique et rétrécie, la perte cellulaire principale est presque complète et les couches ne peuvent pas être séparées. Les interneurones montrent des changements considérables dans leur distribution et leur morphologie [20].

2.1. Changements dans la distribution des interneurones contenant de la parvalbumine

2.1.1. Contrôler l'hippocampe humain. L'immunoréactivité de la parvalbumine (PV-) n'a été trouvée que dans les cellules non principales de l'hippocampe humain [24, 29, 30]. Des interneurones PV-positifs étaient localisés dans toutes les couches du gyrus denté. Ils étaient les plus abondants dans le hile et moins dans la strate moléculaire, et seules quelques cellules étaient visibles dans la couche de cellules granulaires. La majorité des cellules étaient multipolaires, mais certaines d'entre elles avaient une forme triangulaire ou fusiforme. Tout au long de la corne d'Ammons, les interneurones PV-positifs étaient situés à l'intérieur ou à proximité de la couche de cellules pyramidales (figures 1 et 2). Ils présentaient généralement un grand corps cellulaire, de longues dendrites lisses traversant toutes les couches. Un autre type cellulaire caractéristique était la cellule fusiforme à dendrites horizontales trouvée dans la strate oriens (Figure 1(a)). Les axones formaient un réseau homogène dans les principales couches cellulaires du gyrus denté et de la corne d'Ammon (Figure 2 (a)).

2.1.2. Hippocampes de patients épileptiques du lobe temporal. Dans l'hippocampe humain épileptique, l'immunoréactivité PV a diminué à des degrés différents (Figure 1), en corrélation avec l'étendue de la sévérité de la sclérose hippocampique [17, 18, 24, 25]. Les densités neuronales PV-positives déterminées par les différents groupes de recherche pouvaient difficilement être comparées en raison des différences dans la nomenclature de l'hippocampe et dans les méthodes de quantification. Cependant, les tendances étaient similaires : une diminution modérée a été trouvée du nombre d'interneurones PV-positifs dans le gyrus denté, les régions CA1, CA2 et CA3 des patients sans sclérose [17, 25]. Le nombre de neurones PV-positifs était le plus proche des valeurs de contrôle (

75% du contrôle dans le gyrus denté et

60 % dans la région CA1) dans le groupe léger (Type 1) et a encore diminué (à

20% du contrôle à la fois dans le gyrus denté et dans la région CA1) dans le groupe inégal (Type 2, Figures 1(b) et 1(c), [18]). Dans l'hippocampe sclérosé (Type 3), le nombre de cellules PV-positives a considérablement diminué, à la fois dans le gyrus denté (à 6 % du contrôle) et dans la région CA1 (à 21 % du contrôle, [17, 18, 25 ]). Les données d'Andrioli et al. [25] ont montré des tendances similaires, bien qu'ils aient utilisé une nomenclature différente pour déterminer les sous-régions de l'hippocampe. Ils ont trouvé une diminution significative de la densité de cellules PV-positives dans l'hippocampe non sclérotique uniquement dans la couche polymorphe du gyrus denté (une partie du hile dans nos études) et la région CA2 (les deux

50% du contrôle). La densité de cellules PV-positives était

65% du contrôle dans le CA3 et

75 % dans la région CA1. La zone de transition entre la région CA1 et le subiculum était comprise dans le CA1, que nous avons exclu et CA1 guidait le prosubiculum. Pour cette raison, ils ont constaté une réduction de seulement

35% dans la région sclérosée CA1, contrairement à notre réduction de 79%. Ils ont observé des densités de cellules PV-positives

20% du témoin dans la couche polymorphe du gyrus denté,

50 dans les régions CA2. Les cellules situées dans le hile du gyrus denté et les cellules horizontales du stratum oriens dans le Cornu Ammonis étaient les plus sensibles aux lésions épileptiques. Leur nombre est plus réduit que celui des neurones des autres couches [17, 18]. Dans le groupe léger, la densité cellulaire colorée par PV hilaire était

50% du témoin (ce qui correspond à la couche polymorphe dans [25]),

13% dans le groupe inégal et 0,6% dans les hippocampes sclérosés. Le subiculum est généralement considéré comme une région résistante de la formation hippocampique aux lésions épileptiques. Cependant, le nombre d'interneurones contenant PV a significativement diminué dans les échantillons épileptiques non sclérosés et sclérosés [25]. De plus, l'aspect anormal de la protéine de liaison au calcium Calbindin (généralement présente dans les interneurones inhibiteurs dendritiques, voir [1]) a été observé dans les terminaisons cellulaires axo-axoniques subiculaires [15, 31]. L'existence d'un petit sous-groupe de cellules chandeliers a cependant été démontrée dans le contrôle humain et la région épileptique CA1 [32].

La distribution des fibres colorées par PV a également changé dans l'épilepsie (figures 3 (a) à 3 (d)). Dans l'hippocampe non sclérotique de type 1, le réseau axonal PV-positif avait une densité similaire sinon supérieure à celle des témoins [18]. La complexité et la densité des formations axonales des lustres (figures 2(a) et 3(a)-3(c)) se sont également avérées considérablement augmentées [15]. Dans tous les autres cas d'épilepsie (groupes inégaux et sclérosés), le nuage axonal s'est avéré inhomogène (Figures 2(b) et 3). Des plaques de réseau axonal dense alternaient avec des zones dépourvues d'éléments immunocolorés dans la couche de cellules granulaires dentées (Figure 2 (b), [15, 17-19]). Malgré la réduction générale de l'immunocoloration PV, certaines formations de panier et lustre PV-positives sont restées à la fois dans le gyrus denté et les régions de Cornu Ammonis (Figure 3), qui étaient considérablement plus complexes, que dans le contrôle [15]. Les fibres colorées par PV pouvaient à peine être vues dans les régions avec une perte cellulaire principale sévère (la région CA1 sclérosée et la région CA3c/hilaire voir la figure 3 (d)), bien que la présence de très peu de corps cellulaires et de dendrites PV-positifs ait été montrée [15, 18]. Dans la zone de transition entre le CA1 sclérosé et le subiculum (également le prosubiculum dirigé par CA1), des formations de paniers hypertrophiques et très complexes colorés par PV ont été observées [31].

Microscopie électronique des synapses contenant du PV

(1) Contrôle. Les soma PV-positifs ont montré les caractéristiques des interneurones au niveau microscopique électronique [30]. Ils présentaient un repliement nucléaire, des bâtonnets et des feuillets intranucléaires, un grand cytoplasme contenant de nombreux organites et des granules de lipofuscine. Ils ont reçu à la fois des synapses axosomatiques symétriques (inhibitrices) et asymétriques (excitatrices). Les dendrites étaient généralement lisses et recevaient un grand nombre de synapses asymétriques [30].

Les terminaisons axonales PV-positives ont formé des synapses symétriques avec principalement des soma cellulaires principaux, des dendrites proximales et des segments initiaux d'axones (AIS, figures 3(e)-3(h)). La distribution des éléments cibles des terminaux PV-axones a montré quelques différences entre le gyrus denté [17] et la région CA1 [18] de l'hippocampe épileptique humain. Les cellules somatiques des granulés étaient plus fréquemment innervées par les terminaisons axonales PV-positives que les corps cellulaires pyramidaux CA1, alors que la proportion de boutons colorés par PV innervant les AIS des cellules granulaires et pyramidales CA1 était similaire (tableau 1). Un rapport plus faible de terminaux PV-immunopositifs a contacté les dendrites et les épines dans le gyrus denté que dans la région CA1 (tableau 1).

(2) Epileptique. Les corps cellulaires PV-positifs et les dendrites ont été examinés au niveau microscopique électronique dans le gyrus épileptique denté et la région CA1. Les caractéristiques subcellulaires des cellules colorées PV sont restées inchangées dans le tissu épileptique. Les caractéristiques d'entrée, c'est-à-dire la grande quantité d'entrée synaptique asymétrique, se sont avérées similaires à celles du contrôle. Cependant, les terminaisons moussues germées se terminaient sur les cellules PV-positives dans la strate moléculaire du gyrus denté. De plus, les dendrites PV-positives étaient partiellement recouvertes d'éléments gliaux dans la région sclérotique CA1 [18].

La sélection cible des axones PV-positifs a été légèrement modifiée dans l'épilepsie. Les soma à cellules granulaires dentées ont été contactés dans un AIS inférieur contacté par un rapport plus élevé que dans le contrôle (tableau 1, [17]). La distribution cible n'a pas changé systématiquement dans la région épileptique CA1. Une grande variabilité a été trouvée entre les différents sujets de tous les groupes (contrôle et épileptique avec perte cellulaire légère et inégale, [18]).

(3) Entrée somatique des cellules principales de l'hippocampe. Une autre approche a été utilisée pour déterminer l'innervation inhibitrice périsomatique des principales cellules de l'hippocampe humain. La mesure du périmètre soma/AIS et de la longueur des zones actives de toutes les synapses inhibitrices reçues nous a permis de déterminer la couverture synaptique. Il s'agit d'une estimation de l'inhibition somatique qui ne dépend pas de la teneur en PV des terminaisons présynaptiques (pour la méthode exacte, voir [17, 18]) et mesure toutes les entrées synaptiques inhibitrices provenant des populations de cellules panier (PV+ et CB1+). En bref, nous avons analysé environ 30 à 50 soma cellulaires principaux voisins ou AIS dans une section au microscope électronique. Le périmètre des somata et des AIS, ainsi que la longueur synaptique de tous les boutons les contactant, a été mesuré. La couverture synaptique a été fournie en [micro]m de longueur synaptique/100 [micro]m de soma ou périmètre AIS. Il a été montré que l'immunoréactivité à la parvalbumine disparaissait des interneurones inhibiteurs survivants dans un modèle animal d'épilepsie [33-35]. La couverture synaptique inhibitrice comprend également l'inhibition provenant des cellules inhibitrices périsomatiques, qui ont perdu leur immunoréactivité PV.

Le nombre de synapses inhibitrices somatiques en contact avec les cellules granulaires dentées a augmenté dans l'épilepsie à environ 125-135% des valeurs de contrôle [17]. Le rapport des boutons PV-positifs innervant les corps cellulaires des granules a diminué à environ les deux tiers dans le groupe épileptique léger et à environ un tiers dans le groupe épileptique inégal et sclérotique (tableau 2). Lors de la mesure de la couverture synaptique des soma à cellules granulaires, nous avons également reçu une augmentation à 126-134 % de la valeur de contrôle (tableau 2). La couverture synaptique des AIS à cellules granulaires a augmenté dans une plus large mesure que l'entrée inhibitrice somatique : 215-525% du contrôle (tableau 2, [32]). Le rapport des boutons PV-positifs en contact avec les AIS est resté inchangé dans les groupes non sclérosés et a été augmenté dans l'hippocampe sclérosé (tableau 2), conformément à la présence de formations de lustre plus complexes [15]. Il convient de noter que de grandes différences ont été observées dans le rapport des boutons PV-positifs contactant les AIS entre les patchs contenant un réseau de fibres PV-positif dense (48,1%) et pauvre (7,9%). Dans les patchs dépourvus de nuages ​​axonaux contenant du PV, les cellules granulaires étaient saines et la couverture synaptique de leurs AIS était également améliorée que dans les patchs avec une forte coloration axonale PV.

L'apport somatique des cellules pyramidales CA1 n'a été étudié que dans les groupes épileptiques témoins et non sclérosés (Tableau 2, [18]), car les cellules pyramidales pouvaient difficilement être trouvées dans la région sclérosée CA1. La couverture synaptique somatique était inchangée dans le groupe doux (Type 1), tandis que l'entrée axonale - conformément à la présence de formations de lustre très complexes [15] - s'est avérée augmentée. Dans l'hippocampe non sclérotique avec une perte cellulaire inégale (Type 2), les entrées inhibitrices somatiques et axonales ont diminué.Nous avons examiné des patchs avec et sans cellules pyramidales visibles au niveau microscopique électronique et avons constaté que des cellules pyramidales sont présentes dans les deux régions. Ils semblaient en bonne santé dans les patchs contenant des cellules pyramidales, tandis que la plupart d'entre eux présentaient des signes de dégénérescence sévère et de mort cellulaire dans les patchs dépourvus de cellules pyramidales [18]. Un nuage axonal PV-positif était présent dans les deux types de patchs. Le ratio de boutons PV-positifs était très élevé dans la région CA1 (23 à 45 %) par rapport au gyrus denté (11-12 %) et augmentait ou restait inchangé dans les échantillons épileptiques (39 à 47 %). Les changements dans la couverture synaptique et dans le rapport des boutons PV-positifs innervant les AIS des cellules pyramidales CA1 n'étaient pas significatifs dans le tissu épileptique [18].

Dans le gyrus denté et les régions CA1 et CA2, de nombreux boutons symétriques, vraisemblablement inhibiteurs, se terminaient sur les principaux corps cellulaires. Des synapses asymétriques, vraisemblablement excitatrices, innervant les principaux soma cellulaires n'ont été observées que dans le gyrus épileptique denté avec hippocampe sclérosé (tableau 2, [17]). De manière inattendue, nous avons également observé des contacts fréquents sur les corps cellulaires pyramidaux CA2 réalisés par des synapses asymétriques [19], montrant les caractéristiques de terminaisons moussues [36]. Par conséquent, la couverture synaptique inhibitrice et la couverture synaptique excitatrice ont été déterminées pour les cellules pyramidales CA2 (tableau 2, figure 3, [19]). Dans la région épileptique CA2, la couverture synaptique inhibitrice est restée inchangée, cependant, le ratio de terminaisons axonales PV-positives en contact avec les corps cellulaires pyramidaux a considérablement diminué (de 17,5 % dans le contrôle à une moyenne de 2,1 % dans le tissu épileptique). La couverture synaptique excitatrice était environ la moitié de la couverture synaptique inhibitrice dans les cas d'épilepsie, avec des synapses asymétriques détectées sur le soma de 50 à 70 % des cellules pyramidales CA2 examinées [19].

La couverture synaptique inhibitrice des cellules pyramidales CA2 dépassait celle des cellules pyramidales CA1, qui était légèrement supérieure à celle des cellules granulaires dentées dans l'hippocampe témoin (0,80 [+ ou -] 0,41 versus 0,64 [+ ou -] 0,47 versus 0,53 [+ ou - ] 0,64). La couverture synaptique inhibitrice des SIA à cellules pyramidales CA1 était exceptionnellement élevée, par rapport à la couverture synaptique des SIA à cellules somatiques et granulaires (2,34 [+ ou -] 2,55 contre des valeurs de 0,5 à 0,8). Le rapport des terminaux axonaux PV-positifs innervant la région périsomatique des cellules principales était le plus élevé dans la région CA1, par rapport aux autres régions de l'hippocampe (tableau 2, figures 2 et 3).

En résumé, l'entrée inhibitrice des soma des cellules granulaires et des AIS a été renforcée dans l'hippocampe épileptique, ainsi qu'une augmentation de la complexité de la formation du lustre. Un apport inhibiteur périisomatique est présent dans les régions de Cornu Ammonis tant que les cellules pyramidales survivent. Il existe cependant des différences régionales : le ratio de terminaux PV-positifs a augmenté ou est resté inchangé dans la région épileptique CA1, alors qu'il a considérablement diminué dans la région CA2. Nous avons pu observer la germination de fibres moussues à la fois dans le gyrus denté épileptique et dans la région CA2. Ils se terminaient sur la membrane somatique des cellules principales de l'hippocampe sclérosé, ce qui n'a jamais été observé dans le tissu témoin [19].

2.2. Changements dans la densité des fibres des interneurones immunocolorés CB1. Il a été démontré que la majorité des interneurones immunocolorés du récepteur aux cannabinoïdes de type 1- (CB1-) contiennent le marqueur neurochemiCA1 cholécystokinine (CCK) dans l'hippocampe humain [5, 37]. La plupart d'entre eux sont des cellules panier et se terminent sur les dendrites proximaux ou les corps cellulaires des cellules principales. Ils peuvent être trouvés dans tous les sous-champs de l'hippocampe humain témoin et du gyrus denté [5]. Contrairement aux cellules panier PV-positives, les cellules immunocolorées CB1 sont présentes dans tous les champs de l'hippocampe des patients épileptiques, elles peuvent être observées même dans la région sclérotique CA1 [38]. Cette préservation exceptionnelle des cellules immunoréactives à la cholécystokinine exprimant CB1 [20] dans l'épilepsie est comparable à la survie des interneurones Calbindin-positives [32, 39]. CB1 est présent à la fois sur les terminaisons excitatrices et inhibitrices [3, 40, 41]. Dans la présente revue, nous n'avons examiné que le devenir des cellules GABAergiques exprimant le récepteur CB1.

La régulation négative de l'ARNm global de CB1 (y compris les récepteurs à transporter vers les terminaisons synaptiques excitatrices et inhibitrices) a été décrite dans l'hippocampe épileptique humain [38]. Il a été démontré que l'expression des molécules endocannabinoïdes (avec le récepteur CB1) liées au réseau excitateur était diminuée, mais aucune réduction du récepteur CB1 associé aux interneurones inhibiteurs n'a pu être démontrée [38]. Différents anticorps contre CB1 reconnaissent différentes parties du récepteur et donnent différents modèles d'immunocoloration. Un anticorps colore tous les récepteurs CB1, présents à la fois dans les terminaux excitateurs et inhibiteurs, tandis que l'autre - utilisé dans nos études précédentes - détecte le récepteur CB1 situé exclusivement sur les terminaux inhibiteurs [5, 20]. La présente revue était basée sur les études utilisant ce dernier anticorps visualisant les récepteurs CB1 exprimés par les interneurones GABAergiques.

La distribution des cibles synaptiques des éléments CB1-immunopositifs a été étudiée dans la strate moléculaire du gyrus denté chez des sujets témoins et sclérosés TLE, où la densité de fibres la plus élevée était présente. Les cibles postsynaptiques des terminaisons immunopositives CB1 étaient principalement les dendrites, les corps cellulaires et les épines, et leur rapport était similaire chez les sujets témoins et épileptiques [20] environ les deux tiers des axones marqués CB1 se terminaient sur les dendrites,

Dans les hippocampes épileptiques non sclérosés, la distribution des récepteurs CB1 dans le gyrus denté ne différait pas significativement de celle des témoins post-mortem normaux. En revanche, dans le gyrus denté des patients épileptiques présentant une région CA1 sclérosée, une forte augmentation de l'immunocoloration CB1 a été démontrée [20]. La densité des fibres immunocolorées a augmenté dans la couche moléculaire dentée (figure 4) et est devenue inhomogène dans le hile, formant un maillage dense de terminaux autour des cellules moussues survivantes. La densité des fibres CB1-positives établissant des synapses symétriques a été mesurée au microscope confocal à balayage laser, et l'élévation de l'immunocoloration CB1-R était 1,5 fois supérieure au témoin [20].

L'origine de cette augmentation de densité pourrait être à la fois le nombre élevé de récepteurs et la germination des fibres exprimant CB1-R. La germination des axones d'un type d'interneurone inhibiteur périsomatique, les cellules axo-axoniques contenant le PV, a été observée dans le gyrus denté épileptique humain. Cependant, l'augmentation du nombre de récepteurs dans les terminaux individuels ne peut pas non plus être exclue. La quantification précise de la quantité de récepteurs et de la densité des fibres a été étudiée dans un modèle pilocarpine de TLE chez la souris, où la densité des fibres et le nombre de récepteurs CB1 se sont avérés augmenter dans le gyrus denté des hippocampes sclérosés, mais uniquement dans les terminaux inhibiteurs. établissant des synapses symétriques [42].

Les changements des fibres exprimant le récepteur CB1 d'autres régions de l'hippocampe humain n'ont pas été examinés quantitativement dans l'épilepsie. L'observation qualitative au microscope optique a cependant montré des changements similaires dans la région CA3 des hippocampes sclérosés et non sclérosés (figure 5) à ceux que nous avons trouvés dans le gyrus denté. Le réseau de fibres homogènes a été amélioré et est devenu inhomogène dans la strate pyramidale et a formé un maillage extrêmement solide autour des cellules individuelles (Figure 5 (c)). Des réseaux étendus similaires ont été trouvés autour des cellules moussues individuelles dans le hile du gyrus denté (Figure 4 (d)). La région CA1 non sclérotique affichait une densité et une distribution similaires de fibres CB1-positives (figure 6), cependant, dans les échantillons inégaux de type 2, une densité de fibres inhomogène a également été observée. La région sclérotique CA1 contenait encore des fibres CB1-immunopositives dispersées (figure 6(c)). En l'absence d'examen au microscope électronique, les cibles synaptiques et la fonction de ces réseaux de fibres CB1 n'ont pas été déterminées.

Nos résultats montrent que les cellules inhibitrices périsomatiques contenant PV et CB1 sont préservées dans les hippocampes épileptiques.

Bien que le nombre de cellules PV-positives ait diminué parallèlement au degré de sclérose, leurs terminaisons axonales étaient présentes et ont même germé dans le gyrus denté, innervant un plus grand nombre de soma de cellules granulaires et de segments initiaux d'axones, que dans le contrôle. La présence de formations axonales hypercomplexes en panier et lustre dans l'hippocampe épileptique favorise également la germination des axones périsomatiques [l5, 3l]. Dans les régions CA1 et CA2, les cellules immunoréactives PV et leurs axones survivent tant que leurs cibles postsynaptiques, les cellules pyramidales, sont présentes, elles manquent exclusivement dans la région sclérotique CA1. L'entrée inhibitrice somatique et axonale est également restée inchangée (ou légèrement germée) dans les régions épileptiques CA1 et CA2 avec des cellules pyramidales survivantes. Cependant, des différences régionales peuvent être observées dans le rapport des terminaisons axonales positives au PV en contact avec les cellules principales de l'hippocampe : 23 à 45 % des boutons inhibiteurs sont colorés par le PV dans la région CA1, alors que seulement 18 % dans la région CA2 et 11 à 12 % sont colorés par PV dans le gyrus denté.

La diminution du nombre de cellules PV-positives a été démontrée dans des modèles animaux d'épilepsie [33-35, 43]. La surcharge en calcium des cellules, entraînant des changements de conformation de la molécule de parvalbumine, était supposée être la cause d'une immunoréactivité réduite chez les animaux [34, 35]. Nos résultats au microscope électronique indiquent que des mécanismes similaires pourraient opérer dans l'hippocampe épileptique humain, c'est-à-dire que la réduction des éléments PV-positifs dans l'épilepsie est probablement due au manque d'immunocoloration PV plutôt qu'à la mort des cellules interneuronales. Les fibres exprimant CB1-R se sont également avérées germer dans tous les sous-champs de l'hippocampe épileptique, à l'exception de la région sclérotique CA1. Cependant, les cellules et les fibres immunocolorées par CB1-R sont présentes même dans cette région des patients sclérosés, montrant une préservation remarquable de ce type de cellules inhibitrices périsomatiques contenant de la cholécystokinine.

Bien que l'entrée inhibitrice des cellules principales ait été préservée dans l'hippocampe épileptique humain [17-19], cela n'implique pas que l'inhibition périsomatique soit restée inchangée. Des changements dans les sous-unités du récepteur GABA-A dans l'hippocampe épileptique humain [44, 45] ont suggéré des perturbations de la signalisation GABAergique au niveau subcellulaire, avec des conséquences fonctionnelles possibles pour l'inhibition périsomatique. Les enregistrements électrophysiologiques dans la formation hippocampique épileptique humaine ont confirmé que l'inhibition est altérée dans l'épilepsie humaine. Une inhibition altérée a été trouvée dans le gyrus denté parallèlement à la germination des fibres moussues [46, 47], et une inhibition faible ou absente a été trouvée dans la région CA2 dans une étude [48], tandis qu'une inhibition fonctionnelle mais modifiée a été trouvée dans un autre article [19 ]. De plus, des potentiels synaptiques inhibiteurs dépolarisants et hyperpolarisants ont été trouvés dans le subiculum [49, 50], contribuant à la génération d'une activité intercritique in vitro.

Différents types d'interneurones présentent une vulnérabilité différente aux lésions épileptiques. Les cellules inhibitrices dendritiques calbindine-positives sont considérées comme l'un des types cellulaires les plus résistants à l'épilepsie [24, 32, 39]. De nombreux interneurones colorés à la calbindine ont été trouvés dans tout l'hippocampe épileptique, y compris la région sclérotique CA1 également (manquant de cellules pyramidales), et ont montré qu'ils changeaient leurs cibles postsynaptiques des cellules principales aux interneurones survivants, y compris eux-mêmes [32]. La sensibilité considérable des cellules inhibitrices dendritiques immunocolorées par la somatostatine et le neuropeptide Y a été la première description de la vulnérabilité sélective de types d'interneurones spécifiques [51-53]. Ces neurones sont principalement localisés dans le hile denté et le stratum oriens du Cornu Ammonis et recouvrent presque exclusivement les cellules HIPP et O-LM [1]. Plus tard, le type cellulaire inhibiteur spécifique des interneurones contenant de la calrétinine s'est également avéré très sensible dans l'épilepsie du lobe temporal humain [54]. En ce qui concerne nos résultats, nous pouvons conclure que les cellules inhibitrices périsomatiques sont moins vulnérables à l'épilepsie, en particulier dans le gyrus denté, où il a été démontré que les axones des cellules panier et lustre étaient considérablement germés. Cependant, il faut noter que les interneurones PV-positifs sont hétérogènes du point de vue de la vulnérabilité aux lésions épileptiques. Les neurones situés dans le hile et dans la strate oriens de la région CA1 (notez le même emplacement que les interneurones positifs à la somatostatine) disparaissaient également de l'hippocampe épileptique non sclérotique (types 1 et 2). Bien que la densité globale des cellules PV-immunopositives ait diminué dans l'hippocampe épileptique [17, 18, 25], l'analyse des entrées inhibitrices périsomatiques des principales cellules au niveau microscopique électronique a suggéré que ces cellules survivaient aussi longtemps que leurs cibles postsynaptiques, c'est-à-dire les cellules principales, sont présentes, mais elles ont perdu leur PV-immunopositivité [17-19]. La préservation des cellules inhibitrices périsomatiques pourrait être un mécanisme compensatoire dans l'épilepsie, pour augmenter le contrôle de l'activité de décharge des cellules principales [12]. Cependant, la quantité accrue d'entrées inhibitrices périsomatiques ainsi que les modifications fonctionnelles des processus inhibiteurs GABAergiques peuvent expliquer que les patients TLE sont fréquemment résistants au traitement [55]. Les médicaments antiépileptiques les plus souvent appliqués ciblent le système GABAergique et tentent de le renforcer [11]. L'entrée inhibitrice périisomatique a déjà été augmentée chez ces patients et une augmentation supplémentaire de l'inhibition GABAergique augmente plutôt la possibilité de décharges épileptiques que la diminue, puisque l'inhibition périsomatique est responsable de la décharge synchrone des cellules [3].

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d'intérêts.

L'excellente assistance technique de Mme Katalin Lengyel, M. Gyozo Goda et Mme Szepna Emoke Simon est reconnue. Cette étude a été soutenue par l'OTKA, Hongrie (NN102802 et K119443), et le programme hongrois de recherche sur le cerveau Grant KTIA-13-NAP-A-IV/1-4,6.

[1] T. F. Freund et G. Buzsaki, « Interneurones de l'hippocampe », Hippocampe, vol. 6, non. 4, pages 347-470, 1996.

[2] R. Miles, K. Toth, A. I. Gulyas, N. Hajos et T. F. Freund, "Différences entre l'inhibition somatique et dendritique dans l'hippocampe," Neuron, vol. 16, non. 4, pages 815-823, 1996.

[3] T.F. Freund et I. Katona, « Inhibition périisomatique », Neuron, vol. 56, non. 1, p. 33-42, 2007

[4] A. I. Gulyas, N. Hajos et T. F. Freund, "Les interneurones contenant de la calrétinine sont spécialisés pour contrôler d'autres interneurones dans l'hippocampe du rat," Journal of Neuroscience, vol. 16, non. 10, pages 3397-3411, 1996.

[5] I. Katona, B. Sperlagh, Z. Magloczky et al., "Les interneurones GABAergiques sont les cibles des actions cannabinoïdes dans l'hippocampe humain," Neuroscience, vol. 100, non. 4, p. 797-804, 2000.

[6] T. F Freund, "Série Interneuron Diversity: rythme et humeur dans l'inhibition périsomatique," Trends in Neurosciences, vol. 26, non. 9, pages 489-495, 2003.

[7] G. Buzsaki, « Le dialogue hippocampo-néocortical », Cerebral Cortex, vol. 6, non. 2, pages 81-92, 1996.

[8] N. Hajos, M. R. Karlbcai, B. Nemeth et al., "Caractéristiques d'entrée-sortie des neurones CA3 anatomiquement identifiés pendant l'oscillation hippocampique d'onde/ondulation aiguë in vitro," Journal of Neuroscience, vol. 33, non. 28, p. 11677-11691, 2013.

[9] A. I. Gulyas, G. G. Szabb, I. Ulbert et al., "Les cellules panier à pic rapide contenant de la parvalbumine génèrent les oscillations potentielles de champ induites par l'activation des récepteurs cholinergiques dans l'hippocampe," Journal of Neuroscience, vol. 30, non. 45, pages 15134-15145, 2010.

[10] Z. Kohus, S. Kali, L. Rovira-Esteban et al., "Propriétés et dynamique de la communication synaptique inhibitrice au sein des microcircuits CA3 des cellules pyramidales et des interneurones exprimant la parvalbumine ou la cholécystokinine", The Journal of Physiology, vol. 594, non. 13, p. 3745-3774, 2016.

[11] Y. Ben-Ari, "Les crises engendrent des crises: la quête du GABA en tant qu'acteur clé," Critical Reviews in Neurobiology, vol. 18, non. 1-2, pages 135-144, 2006.

[12] C. R. Houser, "Les changements structurels des neurones GABA donnent-ils naissance à l'état épileptique ?" Avancées en médecine expérimentale et en biologie, vol. 813, p. 151-160, 2014.

[13] X. Jiang, M. Lachance et E. Rossignol, « Chapitre 4 : implication des cellules corticales corticales à croissance rapide positives pour la parvalbumine dans l'épilepsie », Progress in Brain Research, vol. 226, p. 81-126, 2016.

[14] T. L. Babb, "Réorganisations synaptiques dans l'épilepsie hippocampique humaine et rat", Advances in neurology, vol. 79, pages 763-779, 1999.

[15] J. I. Arellano, A. Munoz, I. Ballesteros-Yanez, R. G. Sola et J. DeFelipe, "Histopathologie et réorganisation des cellules chandelier dans l'hippocampe épileptique sclérosé humain," Brain, vol. 127, non. 1, p. 45-64, 2004.

[16] R. Cossart, C. Bernard et Y. Ben-Ari, « Plusieurs facettes des neurones et synapses GABAergiques : destins multiples de la signalisation GABA dans les épilepsies », Trends in Neurosciences, vol. 28, non. 2, pages 108-115, 2005.

[17] L. Wittner, Z. Maglficzky, Z. Borhegyi et al., "Préservation de l'entrée inhibitrice périsomatique des cellules granulaires dans le gyrus denté humain épileptique," Neuroscience, vol. 108, non. 4, pages 587-600, 2001.

[18] L. Wittner, L. Eross, S. Czirjak, P Halasz, T. F. Freund et Z. Magloczky, "Les cellules pyramidales CA1 survivantes reçoivent une entrée inhibitrice périisomatique intacte dans l'hippocampe épileptique humain," Brain, vol. 128, non. 1, p. 138-152, 2005.

[19] L. Wittner, G. Huberfeld, S. Clemenceau et al., "La région épileptique de l'hippocampe humain cornu ammonis 2 génère une activité spontanée de type interictal in vitro," Brain, vol. 132, non. 11, pages 3032-3046, 2009.

[20] Z. Maglaczky, K. Thth, R. Karlacai et al., "Modifications dynamiques de l'expression du récepteur CB1 dans les hippocampes de souris épileptiques et d'humains", Epilepsia, vol. 51, non. 3, p. 115-120, 2010.

[21] R. Lorente de No, "Etudes sur la structure du cortex cérébral. II. Poursuite de l'étude du système ammonique", Journal fur Psychologie und Neurologie, vol. 46, p. 113-177, 1934.

[22] D. L. Rosene et G. W. Van Hoesen, « La formation hippocampique du cerveau des primates : examen de certains aspects comparatifs de la cytoarchitecture et des connexions », dans Cerebral Cortex, E. G. Jones et A. Peters, Eds. pp. 345-456, Plenum Press, New York, NY, États-Unis, 1987

[23] L. Seress, "La comparaison interspécifique de la formation hippocampique montre un accent accru sur la région supérieure dans la corne d'Ammon du cerveau humain," Journal fur Hirnforschung, vol. 29, non. 3, p. 335-340, 1988.

[24] R. S. Sloviter, A. L. Sollas, N. M. Barbaro et K. D. Laxer, "Protéine de liaison au calcium (calbindin-D28K) et immunocytochimie de la parvalbumine dans l'hippocampe humain normal et épileptique," Journal of Comparative Neurology, vol. 308, non. 3, pages 381-396, 1991.

[25] A. Andrioli, L. Alonso-Nanclares, J. I. Arellano et J.DeFelipe, "Analyse quantitative des cellules immunoréactives à la parvalbumine dans l'hippocampe épileptique humain," Neuroscience, vol. 149, non. 1, p. 131-143, 2007.

[26] I. Blumcke, J. H. Cross et R. Spreafico, « La classification consensuelle internationale pour la sclérose de l'hippocampe : une étape importante vers un pronostic précis », The Lancet Neurology, vol. 12, non. 9, p. 844-846, 2013.

[27] T. L. Babb, J. K. Pretorius, W. R. Kupfer et P. H. Crandall, "Les neurones immunoréactifs à la glutamate décarboxylase sont préservés dans l'hippocampe épileptique humain," Journal of Neuroscience, vol. 9, non. 7, pages 2562-2574, 1989.

[28] N. C. De Lanerolle, J. H. Kim, A. Williamson et al., "Une analyse rétrospective de la pathologie hippocampique dans l'épilepsie du lobe temporal humain: preuves de sous-catégories de patients distinctes", Epilepsia, vol. 44, non. 5, pages 677-687, 2003.

[29] E. Braak, B. Strotkamp et H. Braak, "Structures immunoréactives parvalbumine dans l'hippocampe de l'adulte humain," Cell and Tissue Research, vol. 264, non. 1, p. 33-48, 1991.

[30] L. Seress, AI Gulyas, I. Ferrer, T. Tunon, E. Soriano et TF Freund, "Distribution, caractéristiques morphologiques et connexions synaptiques des neurones immunoréactifs parvalbumine et calbindine [D.sub.28k] dans la formation de l'hippocampe humain," Journal of Comparative Neurology, vol. 337, non. 2, pages 208-230, 1993.

[31] A. Munoz, P. Mendez, J. DeFelipe et F. J. Alvarez-Leefmans, "Cotransporteurs cation-chlorure et innervation GABA-ergique dans l'hippocampe épileptique humain," Epilepsia, vol. 48, non. 4, p. 663-673, 2007

[32] L. Wittner, L. Eross, Z. Szabo et al., "Réorganisation synaptique des neurones positifs à la calbindine dans la région de l'hippocampe humain CA1 dans l'épilepsie du lobe temporal," Neuroscience, vol. 115, non. 3, pages 961-978, 2002.

[33] Z. Magloczky et T. F. Freund, « Mort cellulaire retardée dans l'hippocampe controlatéral après injection de kainate dans le sous-champ CA3 », Neuroscience, vol. 66, non. 4, pages 847-860, 1995.

[34] A. L. Scotti, O. Bollag, G. Kalt et C. Nitsch, "Perte d'immunoréactivité périkaryale à la parvalbumine des neurones GABAergiques survivants dans le domaine CA1 des gerbilles épileptiques," Hippocampus, vol. 7, non. 5, pages 524-535, 1997.

[35] A. L. Scotti, G. Kalt, O. Bollag et C. Nitsch, "La parvalbumine disparaît des neurones GABAergiques CA1 de l'hippocampe de la gerbille avec une crise d'épilepsie alors que sa présence persiste dans le chemin perforant," Brain Research, vol. 760, non. 1-2, pages 109-117, 1997.

[36] D. G. Amaral et J. A. Dent, "Développement des fibres moussues du gyrus denté: I. Une étude au microscope optique et électronique des fibres moussues et de leurs expansions," Journal of Comparative Neurology, vol. 195, non. 1, pages 51-86, 1981.

[37] I. Katona, B. Sperlagh, A. Slk et al., "Les récepteurs cannabinoïdes CB1 situés présynaptiquement régulent la libération de GABA par les terminaisons axonales des interneurones hippocampiques spécifiques," Journal of Neuroscience, vol. 19, non. 11, pages 4544-4558, 1999.

[38] A. Ludanyi, L. Eross, S. Czirjak et al., "Downregulation du récepteur cannabinoïde CBj et des éléments moléculaires associés du système endocannabinoïde dans l'hippocampe humain épileptique," The Journal of Neuroscience, vol. 28, non. 12, pages 2976-2990, 2008.

[39] Z. S. Magloczky, L. Wittner, Z. S. Borhegyi et al., "Changements dans la distribution et la connectivité des interneurones dans le gyrus denté humain épileptique," Neuroscience, vol. 96, non. 1, p. 7-25, 2000.

[40] K. Mackie et N. Stella, « Récepteurs cannabinoïdes et endocannabinoïdes : preuves pour les nouveaux joueurs », The AAPS Journal, vol. 8, non. 2, pages E298-E306, 2006.

[41] K. Mackie, "Signalisation via les récepteurs cannabinoïdes du SNC," Endocrinologie moléculaire et cellulaire, vol. 286, non. 1-2, pages S60-S65, 2008.

[42] M. R. Karlocai, K. Toth, M. Watanabe et al., "Redistribution des récepteurs cannabinoïdes CB1 dans les phases aiguës et chroniques de l'épilepsie induite par la pilocarpine", PLOS ONE, vol. 6, non. 11, numéro d'article e27196, 2011.

[43] R. S. Sloviter, "Modification permanente de la structure, de l'excitabilité et de l'inhibition de l'hippocampe après un état de mal épileptique expérimental chez le rat : l'hypothèse de la " cellule dormante en panier " et sa pertinence possible pour l'épilepsie du lobe temporal ", Hippocampus, vol. 1, non. 1, pages 41-66, 1991.

[44] F. Loup, H. G. Wieser, Y. Yonekawa, A. Aguzzi et J. M. Fritschy, " Altérations sélectives des sous-types de récepteurs GABAA dans l'épilepsie du lobe temporal humain ", Journal of Neuroscience, vol. 20, pages 5401-5419, 2000.

[45] G. Sperk, S. Furtinger, C. Schwarzer et S. Pirker, "GABA et ses récepteurs dans l'épilepsie," Advances in Experimental Medicine and Biology, vol. 548, pages 92-103, 2004.

[46] J. E. Franck, J. Pokornny, D. D. Kunkel et P. A. Schwartzkroin, "Caractéristiques physiologiques et morphologiques des circuits des cellules granulaires dans l'hippocampe épileptique humain," Epilepsia, vol. 36, non. 6, pages 543-558, 1995.

[47] A. Williamson, A. E. Telfeian et D. D. Spencer, "Réponses GABA prolongées dans les cellules granulaires dentées dans des tranches isolées de patients atteints de sclérose du lobe temporal", Journal of Neurophysiology, vol. 74, non. 1, pages 378-387, 1995.

[48] ​​A. Williamson et D. D. Spencer, "Caractérisation électrophysiologique des cellules pyramidales CA2 d'humains épileptiques," Hippocampus, vol. 4, non. 2, pages 226-237, 1994.

[49] I. Cohen, V. Navarro, S. Clemenceau, M. Baulac et R. Miles, "Sur l'origine de l'activité intercritique dans l'épilepsie du lobe temporal humain in vitro", Science, vol. 298, non. 5597, pages 1418-1421, 2002.

[50] G. Huberfeld, L. Wittner, S. Clemenceau et al., "Homéostasie du chlorure perturbée et signalisation GABAergique dans l'épilepsie du lobe temporal humain," Journal of Neuroscience, vol. 27, non. 37, pages 9866-9873, 2007.

[51] N. C. de Lanerolle, J. H. Kim, R. J. Robbins et D. D. Spencer, "Perte d'interneurones hippocampiques et plasticité dans l'épilepsie du lobe temporal humain," Brain Research, vol. 495, non. 2, pages 387-395, 1989.

[52] C. R. Houser, "Perte neuronale et réorganisation synaptique dans l'épilepsie du lobe temporal," Advances in neurology, vol. 79, pages 743-761, 1999.

[53] L. E. Sundstrom, C. Brana, M. Gatherer, J. Mepham et A. Rougier, "Les neurones synthétisant la somatostatine et le neuropeptide Y dans le fascia denté des humains atteints d'épilepsie du lobe temporal", Brain, vol. 124, non. 4, pages 688-697, 2001.

[54] K. Toth, L. Eross, J. Vajda, P. Halasz, T. F. Freund et Z. Magloczky, "Perte et réorganisation des interneurones contenant de la calrétinine dans l'hippocampe humain épileptique," Brain, vol. 133, non. 9, pages 2763-2777, 2010.

[55] F. Deleo, R. Garbelli, G. Milesi et al., "Résultats chirurgicaux à court et à long terme de l'épilepsie du lobe temporal associée à la sclérose de l'hippocampe: relations avec la neuropathologie," Epilepsia, vol. 57, non. 2, p. 306-315, 2016.

Lucia Wittner (1) et Zsofia Magloczky (2)

(1) Institut des neurosciences cognitives et de la psychologie, Centre de recherche des sciences naturelles, Académie hongroise des sciences, Budapest, Hongrie

(2) Institut de médecine expérimentale, Académie hongroise des sciences, Budapest, Hongrie

La correspondance doit être adressée à Zsofia Magloczky [email protected]

Reçu le 8 septembre 2016 Révisé le 7 novembre 2016 Accepté le 14 novembre 2016 Publié le 2 janvier 2017

Rédacteur académique : Johan Pallud

Légende : Figure 1 : Les micrographies optiques montrent la distribution des interneurones contenant du PV dans la région CA1 de contrôle humain (a) et épileptique (b-d). (a) Des cellules PV-positives horizontales (doubles pointes de flèche) sont présentes dans la strate oriens (s. o.). Les cellules PV-positives multipolaires (flèches) situées dans la strate pyramidale (s. p.) envoient leurs dendrites à toutes les couches (têtes de flèches). (b) Dans la région épileptique non sclérotique CA1 (Type 1, léger), le nombre d'éléments PV-positifs (somates et dendrites) a diminué, principalement visible dans la strate oriens. (c) Dans la région CA1 non sclérotique avec perte cellulaire inégale (Type 2), la diminution du nombre d'éléments PV-positifs est encore plus prononcée. Dans plusieurs cas, les cellules pyramidales survivantes (côté gauche) accumulent le chromogène diaminobenzidine (donnant une coloration aspécifique), probablement en raison de processus de dégénérescence cellulaire. (d) Dans la région sclérotique CA1 (Type 3), seules quelques cellules et dendrites colorées par PV sont présentes. Barre SCA1e : 50 [micro]m.

Légende : Figure 2 : Les dessins de la caméra lucida montrent un interneurone PV-positif avec son nuage axonal (a) et la coloration axonale inhomogène (b) dans le gyrus denté sclérosé humain (Type 3). L'insertion sur (a) montre les formations complexes de lustre dans le gyrus denté de l'hippocampe sclérosé. (b) Des plaques axonales denses PV-positives alternent avec l'absence de boutons colorés dans la couche de cellules granulaires des patients épileptiques. Les corps cellulaires schématiques indiquent l'emplacement des soma d'interneurones PV-positifs dans la strate moléculaire. s. m. : strate moléculaire, s. g. : stratum granulosum, et h : hile. L'entrée inhibitrice périisomatique comprenait des synapses symétriques PV-positives (c) et PV-négatives (d) (vraisemblablement inhibitrices) à la fois dans le contrôle humain et dans le gyrus épileptique denté (flèches). Dans l'hippocampe sclérosé, les fibres moussues formaient également des synapses asymétriques (vraisemblablement excitatrices) sur les cellules somatiques granulaires ((e), pointe de flèche). Micrographies électroniques des synapses inhibitrices PV-négatif (f) et PV-positif (g) se terminant sur les AIS, respectivement dans le contrôle et le gyrus épileptique denté. Notez le plus gros bouton dans le tissu épileptique, donnant une synapse perforée. La couverture synaptique inhibitrice somatique et axonale s'est avérée augmentée dans tous les échantillons épileptiques. PV+ : parvalbumine-positive, PV- : parvalbumine-négative, MF : fibre moussue et AIS : segment initial de l'axone. Barres SCA1e : (a) 20 [micro]m, insert : 15 [micro]m, (b) 100 [micro]m, et (c-g) 1 [micro]m.

Légende : Figure 3 : Les micrographies optiques à fort grossissement (a-d) montrent les somata (panneaux supérieurs) et le nuage axonal (panneaux inférieurs) des cellules PV-positives dans la région de contrôle humain (a) et épileptique (b-d) CA1. Le nombre d'éléments PV-positifs diminuait avec le degré de perte cellulaire dans la région épileptique humaine CA1. Les axones colorés par PV (panneaux inférieurs) forment un réseau dense dans la strate pyramidale de la région CA1 tant que leurs cibles postsynaptiques, c'est-à-dire les cellules pyramidales, sont présentes (b, c). Notez la formation en forme de panier sur (a)-(c) (pointes de flèches) et la formation en forme de lustre sur (b) (doubles pointes de flèche). Dans la région sclérotique CA1 dépourvue de cellules principales, pratiquement aucun axone PV-positif n'est visible (d). Barre SCA1e : (a-d) 20 [micro]m. Les micrographies électroniques montrent des boutons axonaux colorés par PV en contact avec les cellules somatiques pyramidales (e, f) dans la région de contrôle (e) et épileptique (f) CA2. Les segments initiaux des axones (AIS, (g) et (h)) étaient les autres cibles principales des axones PV-positifs dans la région de contrôle humain (g) et épileptique (h) CA1. Barres SCA1e : (a)-(d) 20 [micro]m (e)-(h) 1 [micro]m.

Légende : Figure 4 : Les micrographies optiques montrent la distribution des éléments immunoréactifs CB1 dans le gyrus denté de contrôle humain (a, c) et épileptique (b-d). (a) Un réseau dense CB1-immunopositif était présent autour des cellules granulaires dentées et dans la couche moléculaire (s. m.). Le hile (H) contenait moins de bornes positives CB1. La flèche pointe vers un interneurone CB1-positif. (b) Chez les patients épileptiques atteints de sclérose hippocampique, la densité des fibres CB1-positives a été augmentée dans la couche moléculaire et le granulosum. Notez la dispersion des cellules granulaires. Les flèches indiquent les interneurones CB1-positifs. (c) Des terminaux immunocolorés par CB1 étaient présents dans le hile, dans une distribution homogène. La flèche pointe vers un interneurone CB1-positif. (d) Dans le hile de l'hippocampe épileptique, davantage de terminaux CB1-positifs étaient présents, ils formaient souvent un réseau dense autour des cellules moussues survivantes ou des interneurones (pointes de flèche).

Légende : Figure 5 : Les micrographies optiques montrent la distribution des fibres CB1-immunopositives dans les régions de contrôle humain (a) et épileptique (b-c) CA3. (a) Un maillage CB1-immunopositif homogène était présent autour des cellules pyramidales. (b) Chez les patients épileptiques sans sclérose hippocampique, la densité des fibres CB1-positives a augmenté modérément. (c) Une augmentation supplémentaire de la densité a été observée dans la région CA3 des hippocampes sclérosés, si les cellules pyramidales étaient préservées. Les flèches indiquent des corps cellulaires pyramidaux entourés de formations en forme de panier de fibres CB1-positives. Barre SCA1e : 20 [micro]m.

Légende : Figure 6 : Les micrographies optiques montrent la distribution des fibres CB1-immunopositives dans les régions de contrôle humain (a) et épileptique (b-c) CA1. (a) Le réseau axonal CB1-immunopositif était présent dans la strate pyramidale. (b) Chez les patients épileptiques sans sclérose hippocampique, la densité des fibres CB1-positives a été légèrement augmentée. (c) La densité des axones CB1-positifs a été diminuée dans la région sclérotique CA1. Les flèches indiquent des corps cellulaires pyramidaux entourés de formations en forme de panier de fibres CB1-positives. Les pointes de flèches montrent les axones. Barre SCA1e : 25 [micro]m.


Introduction

Dans le néocortex, les neurones inhibiteurs de l'acide γ-aminobutyrique-ergique (GABAergique) présentent une grande diversité de morphologies dendritiques et axonales, de propriétés de déclenchement intrinsèques et de caractéristiques chimiques (Markram et al., 2004 Ascoli et al., 2008 Kubota, 2014 Zeisel et al., 2015 Tasic et al., 2016). Les neurones à parvalbumine (PV+), à somatostatine (SOM+) et à polypeptides intestinaux vasoactifs (VIP+) sont les trois principales sous-classes de neurones GABAergiques (Xu et al., 2010 Rudy et al., 2011 Hioki et al., 2013) . Les types individuels de cellules GABAergiques jouent des rôles fonctionnels uniques dans le microcircuit néocortical (Gentet et al., 2012 Lee et al., 2012, 2013 Lovett-Barron et al., 2012 Wilson et al., 2012 Pi et al., 2013 Fu et al. ., 2014 Zhang et al., 2014), et ils établissent des connexions synaptiques réciproques (Isaacson et Scanziani, 2011 Pfeffer et al., 2013).

Les neurones VIP+ sont principalement distribués dans la couche (L) 2/3 du néocortex du rongeur (Connor et Peters, 1984 Bayraktar et al., 2000 Xu et al., 2010 Rudy et al., 2011 Prönneke et al., 2015) , et les neurones L2/3 VIP+ sont différents de ceux des couches plus profondes en termes de caractéristiques morphologiques, électrophysiologiques et moléculaires (Prönneke et al., 2015 Tasic et al., 2016). La plupart des neurones L2/3 VIP+ étendent leurs dendrites de manière bidirectionnelle dans l'orientation verticale, caractérisées morphologiquement comme des cellules bipolaires/modifiées bipolaires/bitufées, et envoient des fibres axonales verticalement et translaminairement à travers L1&# x020136 (Connor et Peters, 1984 Kawaguchi et Kubota, 1996 Bayraktar et al., 2000 Prönneke et al., 2015). L'activation des neurones VIP+ potentialise l'excitabilité des cellules pyramidales par l'inhibition d'autres types de neurones inhibiteurs innervant les cellules pyramidales, qui ont été trouvés principalement dans L2/3 des cortex sensoriels (Lee et al., 2013 Pfeffer et al., 2013 Pi et al. ., 2013 Fu et al., 2014 Zhang et al., 2014). Par conséquent, la régulation de l'activité des neurones VIP+ L2/3 est cruciale pour le contrôle du gain de la réponse des cellules pyramidales aux entrées sensorielles dans les cortex sensoriels (Kepecs et Fishell, 2014 Pfeffer, 2014).

Les impacts des entrées excitatrices et inhibitrices sur l'activité des neurones VIP+ ont été étudiés avec des techniques électrophysiologiques et optogénétiques à résolution spatiale cellulaire en mesurant la force des connexions de cellule à cellule en utilisant l'enregistrement somatique (Porter et al., 1998 Rozov et al. , 2001 Lee et al., 2013 Pfeffer et al., 2013 Pi et al., 2013 Zhang et al., 2014). Cependant, les informations anatomiques sur les localisations subcellulaires des sites d'entrée synaptiques sur les neurones VIP+ ne sont pas disponibles en raison de la résolution spatiale limitée. Les portions dendritiques proximales et distales des neurones GABAergiques présentent des propriétés différentes dans la rétropropagation du potentiel d'action et la dynamique du calcium (Goldberg et al., 2003), indiquant que les entrées synaptiques vers les différents compartiments somatodendritiques ont des poids différents sur le calcul dans les domaines postsynaptiques. La connaissance de la configuration précise des entrées synaptiques vers les structures somatodendritiques dans les neurones VIP+ devrait donc être indispensable pour mieux comprendre la régulation de l'activité des neurones VIP+, qui affecte l'excitabilité des cellules pyramidales.

Dans la présente étude, nous avons analysé morphologiquement le modèle spatial des entrées synaptiques aux neurones VIP + à une résolution spatiale subcellulaire dans L2/3 du champ de baril de cortex somatosensoriel primaire de souris (S1BF). Les membranes plasmiques somatodendritiques des neurones VIP+ ont été visualisées sélectivement avec une protéine fluorescente verte (GFP) marquée par transduction avec un vecteur de virus adéno-associé recombinant (AAV) chez des souris knock-in VIP-Cre, et les sites d'entrée excitateurs et inhibiteurs ont été visualisés par immunohistochimie. Des études d'imagerie des échantillons visualisés par microscopie confocale à balayage laser ont été réalisées pour analyser la distribution des sites d'entrée synaptiques sur les membranes somatodendritiques des neurones VIP+. Enfin, nous avons évalué les préférences positionnelles des entrées synaptiques sur les compartiments somatodendritiques VIP+.


Colonnes vertébrales et synapses comme éléments de base du stockage de la mémoire

Tobias Bonhoeffer

Dans son travail fondateur, Donald Hebb [1] a proposé que le mécanisme de base par lequel les souvenirs sont stockés dans le cerveau est l'amélioration de la force synaptique et, en rapport avec cela, les changements morphologiques des contacts synaptiques respectifs. En d'autres termes, il a proposé que les synapses et non les cellules soient les éléments de base de la mémoire, d'un point de vue théorique, une suggestion raisonnable car il y a environ 10 000 à 100 000 fois plus de synapses dans le cerveau que de neurones.

Il est maintenant bien établi que les changements morphologiques au niveau synaptique se produisent en conjonction avec des stimuli qui sont censés imiter les événements d'apprentissage. Des expériences in vitro [12, 23] ont montré que la potentialisation à long terme entraîne l'ajout d'épines dendritiques, de minuscules protubérances qui abritent des contacts synaptiques. Des dizaines de milliers de ces épines décorent les dendrites de la plupart des cellules excitatrices de l'hippocampe et du néocortex. Et en effet, d'autres études ont montré que les épines non seulement vont et viennent, mais changent également de forme lors d'événements d'apprentissage putatifs [19], une suggestion qui avait été avancée dans un article purement théorique de Francis Crick [24]. Ainsi, il est bien établi que les épines émergent, disparaissent et changent avec des événements cellulaires censés sous-tendre les processus d'apprentissage. Mais s'agit-il simplement d'une corrélation ou existe-t-il des moyens de montrer que ces événements sont réellement à la base de l'apprentissage et du stockage de la mémoire dans le cerveau ? Des expériences récentes ont fait des progrès substantiels à cet égard.

La première étude qui a clairement démontré que les épines sont importantes pour le stockage à long terme des informations a été réalisée dans le cortex visuel de souris [25]. Dans le cortex visuel, il est bien connu que les connexions synaptiques sont établies ou modifiées avec des changements dans l'expérience visuelle, comme la fermeture temporaire d'un œil.Ces changements plastiques sont souvent utilisés comme approximation de ce qui se passe pendant la formation de la mémoire car ils partagent des caractéristiques clés : deuxième fois, même s'il avait été "complètement oublié" entre-temps. Cet effet a été appelé « économies » [26] et est une caractéristique de la plupart des processus de mémoire. Il a été montré que le même effet se produit dans le système visuel [27]. Les souris ont été privées de monoculaires pendant quelques jours au début de leur vie afin que le système visuel s'adapte à ce changement d'environnement visuel. Par la suite, les animaux ont été à nouveau soumis à une vision normale de sorte que leur cortex visuel est revenu à une fonction normale. Si la privation monoculaire a ensuite été pratiquée une deuxième fois, beaucoup plus tard dans la vie, alors que normalement cette procédure n'a qu'un effet très limité (voire aucun), une adaptation substantielle a encore lieu en raison de l'expérience précoce que l'animal a eue. Il est important de noter que cet effet d'épargne pourrait être lié à de nouvelles épines qui ont émergé au cours du premier épisode de plasticité et ont persisté [25]. Le fait qu'il n'y ait pas eu de croissance d'épines supplémentaires au cours de la deuxième période de plasticité, alors que l'adaptation fonctionnelle s'est produite beaucoup plus rapidement et de manière plus fiable, suggère que les épines persistantes facilitent la deuxième adaptation [25]. Par conséquent, ces épines servent à « se souvenir » des expériences sensorielles précédentes des animaux. Deux études ultérieures [28, 29] ont encore renforcé le cas en montrant que dans le cortex moteur également, la génération de nouvelles épines constitue la base de l'apprentissage de tâches motrices de différentes sortes. Fait intéressant, dans l'une de ces études [28], il a également été constaté que le réapprentissage d'une tâche se produisait plus rapidement et n'impliquait pas la génération de nouvelles épines, plaidant à nouveau pour des épines persistantes « mémorisant » des tâches motrices spécifiques. En outre, cette étude a démontré que l'apprentissage de différentes tâches implique différents ensembles d'épines, fournissant un argument solide pour que les épines et non les cellules soient l'entité pertinente pour le stockage d'informations dans le cerveau.

Ces trois articles ont été parmi les premiers à présenter des arguments solides en faveur d'une relation causale entre des épines nouvelles (ou changeantes) et l'apprentissage ou le stockage d'informations dans le cerveau. Par la suite, plusieurs études ont encore renforcé cette hypothèse. Certains d'entre eux ont utilisé le conditionnement de la peur pour montrer que, dans ce paradigme, l'apprentissage s'accompagne également de changements structurels : l'extinction de la peur et le conditionnement de la peur sont marqués par la génération ou la suppression d'épines dans le cortex d'association frontal [30] et le cortex auditif [31]. Une découverte particulièrement intéressante dans ce contexte est que l'extinction induit l'apparition d'épines qui ont été éliminées lors de la peur d'origine conditionnée au même stimulus mais pas à un stimulus conditionné distinct, suggérant que les épines sont à nouveau spécifiquement associées à l'extinction d'une association spécifique [30 ]. Fait intéressant, également dans un modèle animal complètement différent - l'apprentissage du chant chez les diamants mandarins - il a été montré que de nouvelles épines sont générées dans le noyau du cerveau antérieur HVC lorsqu'un animal apprend un nouveau chant d'un tuteur [32].

Enfin, qu'en est-il de l'expérience qui est depuis longtemps à l'ordre du jour [33], à savoir l'ablation spécifique des épines générées lors de l'apprentissage ? Si les interprétations ci-dessus sont vraies, l'ablation de la colonne vertébrale devrait conduire à oublier les informations qui ont été apprises lorsque les nouvelles épines ont été générées. Les premiers progrès importants dans cette direction ont été réalisés dans une expérience récente du groupe de Haruo Kasai [34], qui a spécifiquement étiqueté les épines générées à une fenêtre temporelle particulière immédiatement après l'apprentissage. Lorsque ces épines ont été ultérieurement enlevées ou du moins réduites en taille, l'animal a en effet oublié les informations précédemment apprises. Le paradigme d'apprentissage est jusqu'à présent relativement simple (apprentissage du rotarod) mais il fournit une très bonne indication que la génération de nouvelles épines ou leur élargissement est vraiment causale, au moins dans certaines formes d'apprentissage.

Dans l'ensemble, il existe maintenant des preuves considérables provenant de différentes espèces ainsi que de différents paradigmes d'apprentissage que les épines, et donc les synapses, changent lorsqu'un animal apprend. De plus, il existe des indications convaincantes que le maintien de connexions structurelles préalablement établies au niveau des épines dendritiques explique le phénomène d'épargne mémorielle. Enfin, si les épines sont enlevées, un animal oublie ce qu'il a appris par l'ajout de synapses vertébrales nouvelles ou plus fortes. Toutes ces expériences semblent pointer fortement vers l'idée que les épines ou les synapses (et non des cellules entières) peuvent être la plus petite unité de stockage de mémoire dans le cerveau et il peut donc être plus approprié de dire que l'« engramme » d'un la mémoire est définie dans l'ensemble d'épines ou de synapses qui sont modifiés lorsque des informations spécifiques sont stockées. Cela ne veut bien sûr pas dire que les engrammes ne sont pas visibles au niveau des cellules individuelles (voir contribution précédente à ce Forum par Pignatelli, Ryan et Tonegawa) après tout, l'activité des cellules est déterminée par le complément de leurs synapses. Pourtant, la résolution la plus fine de l'engramme ne peut devenir apparente que si l'on considère vraiment tout sur la base du modèle de synapses ou d'épines qui sont modifiés au cours d'un événement de mémoire particulier.


Organisation des propriétés du champ récepteur

Il existe une organisation sérielle et hiérarchique des propriétés du champ récepteur. Chaque modalité sensorielle est composée de plusieurs zones cérébrales. Au fur et à mesure que l'on passe du récepteur au thalamus jusqu'au cortex sensoriel primaire et aux zones cognitives supérieures du cerveau, les champs récepteurs présentent des exigences de stimulus de plus en plus complexes. Par exemple, dans le système auditif, les neurones périphériques peuvent bien réagir aux sons purs, alors que certains neurones centraux répondent mieux aux sons modulés en fréquence. Dans le cortex visuel et somatosensoriel primaire, les champs récepteurs sont sélectifs pour l'orientation ou la direction du mouvement d'un stimulus, alors que dans les zones corticales visuelles supérieures, les neurones peuvent mieux répondre aux images de visages ou d'objets.

Dans les systèmes visuel et somatosensoriel, les champs récepteurs peuvent être essentiellement des régions circulaires ou ovales de la rétine ou de la peau. En revanche, dans le thalamus, les champs récepteurs visuels et somatosensoriels sont circulaires et présentent un antagonisme centre-entourage, dans lequel l'apparition d'un stimulus dans une région de la peau ou de la rétine provoque des réponses d'activation et dans les régions environnantes des réponses d'inhibition. Ainsi, le même stimulus produit des réponses opposées dans ces régions. Les effets de l'antagonisme du stimulus à différents endroits sont une manifestation du phénomène appelé inhibition latérale. Dans l'inhibition latérale, le stimulus optimal n'est pas spatialement uniforme à travers le champ récepteur, il s'agit plutôt d'un point de lumière discret (dans le cas de l'œil) ou d'un contact (dans le cas d'une surface corporelle), avec un contraste entre les régions centrale et environnantes. .

Se référant à une région, un champ réceptif est fondamentalement une entité spatiale (une partie du champ visuel ou de la rétine, ou une partie de la surface du corps) qui a le plus de sens dans les systèmes visuel et somatosensoriel. Dans le système auditif, les cellules ciliées accordées à des fréquences particulières sont situées à différents endroits le long de la membrane basilaire, ce qui implique une pertinence spatiale pour les champs récepteurs auditifs. Dans le système auditif, on pourrait définir le champ récepteur d'une cellule comme l'ensemble spécifique de fréquences auxquelles la cellule répond. Dans le système nerveux en général, le champ récepteur d'un neurone sensoriel est défini par ses entrées synaptiques. Le champ récepteur de chaque cellule résulte de la combinaison des champs de tous les neurones qui lui fournissent des entrées. Parce que les entrées ne sont pas simplement additionnées, les propriétés du champ récepteur d'un neurone sont généralement décrites en termes de stimuli qui provoquent des réponses de la cellule.


Structure et fonction des neurones

Le cerveau contient plusieurs milliards de neurones qui travaillent ensemble pour produire des sensations, des pensées, des apprentissages, des mouvements, des émotions et de nombreux autres processus. La coordination de ces activités nécessite une communication rapide et étendue entre les neurones et les tissus individuels (par exemple les muscles). Pour y parvenir, les neurones utilisent des signaux électriques pour transmettre des informations au sein d'une seule cellule et des signaux chimiques entre les cellules. Ces fonctions uniques ont forcé le neurone à adopter une structure cellulaire différente de celle des autres cellules.

Les neurones comprennent un corps cellulaire (ou soma), des dendrites et un axone qui se termine à un terminal. Le corps cellulaire contient le noyau et la machinerie nécessaires à la synthèse des protéines. Le corps cellulaire est également la région du neurone dans laquelle une impulsion électrique est générée. S'étendant du corps cellulaire se trouvent de courtes dendrites ramifiées qui reçoivent des signaux chimiques d'autres neurones ou des stimuli qui initient un signal électrique. Cette impulsion électrique (ou potentiel d'action) se propage du corps cellulaire, le long de l'axone vers sa borne. L'axone est une fibre allongée qui transmet l'impulsion en modifiant le flux d'ions sodium et potassium à travers la membrane neuronale. De nombreux axones sont entourés d'une gaine de myéline composée de lipides et de protéines. Comme l'isolant recouvrant un fil électrique, cette couche grasse augmente considérablement la vitesse des impulsions électriques dans l'axone.

Bien que la terminaison nerveuse d'un neurone se trouve à proximité des dendrites d'une cellule adjacente, les cellules sont en fait séparées par un petit espace. Cette connexion entre les deux cellules est appelée synapse. La synapse représente un véritable écart entre les cellules, il n'y a pas de partage de cytoplasme ou de structures cellulaires entre les cellules pré-synaptiques et post-synaptiques. La communication entre les neurones est un processus chimique qui utilise des neurotransmetteurs dans un processus appelé transmission synaptique.

Le neurone est constitué d'un corps cellulaire, de dendrites et d'un axone. L'information circule des dendrites vers le corps cellulaire, puis le long de l'axone jusqu'à son extrémité.

Neurotransmission

Lorsqu'une impulsion électrique descend de l'axone jusqu'aux terminaisons nerveuses, elle déclenche le mouvement des vésicules dans la terminaison pour libérer leur contenu, des substances chimiques appelées neurotransmetteurs. Après libération, les neurotransmetteurs diffusent à travers l'espace synaptique et se lient aux récepteurs sur les dendrites des cellules post-synaptiques. La liaison d'un neurotransmetteur à son récepteur est spécifique. Tout comme une clé ne s'adapte qu'à une certaine serrure, un neurotransmetteur ne se lie qu'à un certain type de récepteur.

Il existe de nombreux types de neurotransmetteurs dans le cerveau, chacun ayant une fonction unique. L'interaction entre le récepteur et le neurotransmetteur produit des changements chimiques et/ou électriques dans la cellule post-synaptique en fonction de la liaison exacte du neurotransmetteur. Les neurotransmetteurs excitateurs favorisent la propagation du signal électrique dans la cellule réceptrice tandis que les neurotransmetteurs inhibiteurs atténuent la transmission du signal électrique. Si le neurotransmetteur déclenche un potentiel d'action dans le neurone post-synaptique, le processus de communication se poursuit. Juste une fraction de seconde après la liaison à leurs récepteurs, les neurotransmetteurs peuvent être décomposés par des enzymes ou recyclés dans la cellule pré-synaptique.


Quand et où naissent les nouveaux neurones ?

Il ne fait aucun doute que le cerveau humain adulte est capable d'apprendre tout au long de la vie, de changer et de s'adapter - une capacité que les scientifiques du cerveau appellent neuroplasticité, la capacité du cerveau à se réorganiser en recâblant des connexions. Pourtant, un dogme central dans le domaine des neurosciences depuis près de 100 ans était qu'un enfant naît avec tous les neurones qu'il aura jamais parce que le cerveau adulte ne peut pas régénérer les neurones.

Il y a un peu plus d'un demi-siècle, les chercheurs ont mis au point un moyen d'étudier la prolifération des cellules dans le cerveau mature, en se basant sur des techniques permettant d'incorporer un marqueur radioactif dans de nouvelles cellules au fur et à mesure qu'elles se divisent. Cette approche a conduit à la découverte surprenante dans les années 1960 que le cerveau des rongeurs pouvait en fait générer de nouveaux neurones.

On pensait auparavant que la neurogenèse – la production de nouveaux neurones – ne se produisait que pendant la vie embryonnaire, une période de croissance et d'expansion cérébrales extrêmement rapides, et les découvertes chez les rongeurs ont suscité un grand scepticisme. Ensuite, les chercheurs ont découvert que de nouveaux neurones naissent tout au long de la vie dans le cerveau des oiseaux chanteurs, une espèce que les scientifiques utilisent comme modèle pour étudier l'apprentissage vocal. Il a commencé à sembler que la neurogenèse joue un rôle clé dans l'apprentissage et la neuroplasticité - du moins dans certaines régions du cerveau chez quelques espèces animales.

Même ainsi, les neuroscientifiques étaient sceptiques quant à la possibilité de renouveler de nombreuses cellules nerveuses dans le cerveau adulte. Les preuves étaient rares que les cellules en division dans le cerveau des mammifères produisaient de nouveaux neurones, par opposition à d'autres types de cellules. Ce n'est que lorsque les chercheurs ont extrait des cellules souches neurales de cerveaux de souris adultes et les ont cultivées en culture cellulaire que les scientifiques ont montré que ces cellules précurseurs pouvaient se diviser et se différencier en de nouveaux neurones. Maintenant, il est généralement bien admis que la neurogenèse a lieu dans deux zones du cerveau des rongeurs adultes : les bulbes olfactifs, qui traitent les informations olfactives, et l'hippocampe, une région caractérisée par la neuroplasticité nécessaire à la formation de nouveaux souvenirs déclaratifs.

Les cellules souches neurales adultes se regroupent dans ce que les scientifiques appellent des niches – des foyers pour cultiver la naissance et la croissance de nouveaux neurones, reconnaissables à leur architecture distinctive. Malgré les preuves croissantes d'une croissance régionale de nouveaux neurones, ces études ont souligné le fait que le cerveau adulte n'abrite que quelques niches de cellules souches et que leur capacité à produire des neurones est limitée à quelques types de cellules.

Forts de ces connaissances et de nouveaux outils pour marquer les cellules en prolifération et identifier les neurones en cours de maturation, les scientifiques ont commencé à rechercher la neurogenèse postnatale dans les cerveaux des primates et des humains.

Une cellule souche neurale de souris (bleue et verte) se développe dans une boîte de laboratoire. Les cellules du cerveau humain peuvent-elles faire ce que font les cellules du cerveau des rongeurs ? Mark McClendon, Zaida Alvarez Pinto, Samuel I. Stupp, Northwestern University, Evanston, Illinois, CC BY-NC


Cartographie du cerveau de la mouche, Neuron par Neuron

Pour réviser cet article, visitez Mon profil, puis Afficher les histoires enregistrées.

Pour réviser cet article, visitez Mon profil, puis Afficher les histoires enregistrées.

WASHINGTON -- Une nouvelle technique informatique explore un territoire inexploré dans le cerveau de la mouche des fruits avec des détails cellule par cellule qui peuvent être intégrés dans des réseaux pour un aperçu détaillé de la façon dont les neurones fonctionnent ensemble. La recherche peut finalement conduire à un plan directeur complet de l'ensemble du cerveau de la mouche. Cartographier les 100 000 neurones estimés dans un cerveau de mouche et voir comment ils interagissent pour contrôler le comportement, sera un outil puissant pour comprendre comment fonctionnent les milliards de neurones du cerveau humain.

Le programme a déjà trouvé de nouvelles caractéristiques du cerveau de la mouche des fruits, a déclaré Hanchuan Peng, coauteur de l'étude, du Janelia Farm Research Campus du Howard Hughes Medical Institute à Ashburn, en Virginie. "Nous pouvons voir des motifs très beaux et très compliqués", a déclaré Peng, qui a présenté les résultats le 9 avril à la 51e conférence annuelle de recherche sur la drosophile. "Si vous regardez les neurones avec une meilleure résolution, ou si vous regardez des régions que vous n'avez jamais vues auparavant, vous trouverez quelque chose de nouveau."

Peng et ses collègues ont développé une méthode, également décrite dans le Biotechnologie naturelle, qui incorpore de nombreuses images différentes de cerveaux de mouches des fruits. Les cerveaux proviennent de mouches qui ont été génétiquement programmées pour que certains neurones brillent lorsqu'ils sont frappés par un type particulier de lumière laser. En combinant des milliers de ces images numériques de différentes mouches, les chercheurs peuvent créer des cartes de la façon dont ces différentes populations neuronales s'emboîtent. La carte complète du cerveau des mouches n'est pas encore complète, mais elle s'agrandira au fur et à mesure que d'autres images seront ajoutées.

Ces types d'études à grande échelle qui se concentrent sur la façon dont les neurones sont connectés sont "très importants pour l'avenir", a commenté le généticien Wei Xie de l'Université du Sud-Est à Nanjing, en Chine. Comprendre comment tous les neurones fonctionnent ensemble est beaucoup plus significatif que d'étudier comment une seule cellule cérébrale se connecte à une autre cellule, a déclaré Xie. "Un neurone ne suffit pas."

"Ce que nous voulons faire dans les prochaines années, c'est ajouter de plus en plus de reconstructions de neurones dans cette carte", a déclaré Peng. Il a comparé le processus à une ressource Google Earth. "Si vous pensez au cerveau de la mouche des fruits comme à la Terre, les petits neurones seront les rues. Nous voulons cartographier de nombreuses rues de neurones sur la Terre », a-t-il déclaré.

Peng et ses collègues ont commencé à passer au peigne fin leur carte cérébrale préliminaire à la recherche de caractéristiques intéressantes et à comparer les cerveaux de différentes mouches les uns aux autres. Pour la plupart, les schémas des voies de connexion des neurones ne varient pas beaucoup d'un cerveau à l'autre, ont découvert les chercheurs.

D'autre part, les formes des cellules d'une même structure cérébrale peuvent différer considérablement. Par exemple, la variété de formes trouvées dans les neurones d'une structure cérébrale en forme de roue appelée corps ellipsoïde « est tout simplement incroyable », dit Peng. Dans la même mouche, certaines des cellules s'étendent à l'intérieur de l'anneau, tandis que d'autres pointent vers l'extérieur dans un agencement complexe de serrure et de clé.

Les résultats sont préliminaires, mais trouver une telle variation inattendue pourrait signifier que ces neurones – que l'on pensait être presque des copies carbone les uns des autres – ont des différences fonctionnelles importantes.


Neuron dit aux cellules souches de produire de nouveaux neurones

Dans la représentation de cet artiste de la niche neurogène sous-épendymaire adulte (vue du dessous de l'épendyme), les signaux électriques générés par le neurone ChAT+ donnent naissance à des neuroblastes migrant nouveau-nés, vus se déplaçant sur la face inférieure des cellules épendymaires. Illustration par O'Reilly Science Art.

Les chercheurs de Duke ont découvert un nouveau type de neurone dans le cerveau adulte qui est capable de dire aux cellules souches de fabriquer plus de nouveaux neurones. Bien que les expériences en soient à leurs débuts, la découverte ouvre la possibilité alléchante que le cerveau soit capable de se réparer de l'intérieur.

Les neuroscientifiques soupçonnaient depuis un certain temps que le cerveau avait une certaine capacité à diriger la fabrication de nouveaux neurones, mais il était difficile de déterminer d'où venaient ces instructions, explique Chay Kuo, MD Ph.D., professeur adjoint de biologie cellulaire, neurobiologie et pédiatrie.

Dans une étude sur des souris, son équipe a découvert une population de neurones auparavant inconnue dans la niche neurogène de la zone sous-ventriculaire (SVZ) du cerveau adulte, adjacente au striatum. Ces neurones ont exprimé l'enzyme choline acétyltransférase (ChAT), qui est nécessaire pour fabriquer le neurotransmetteur acétylcholine. Avec des outils optogénétiques qui ont permis à l'équipe d'ajuster la fréquence de décharge de ces neurones ChAT+ de haut en bas avec la lumière laser, ils ont pu voir des changements clairs dans la prolifération des cellules souches neurales dans le cerveau.

Les résultats sont apparus sous la forme d'une publication en ligne avancée le 1er juin dans la revue Nature Neuroscience.

La population mature de neurones ChAT+ n'est qu'une partie d'un circuit neuronal non décrit qui apparemment parle aux cellules souches et leur dit d'augmenter la production de nouveaux neurones, a déclaré Kuo.Les chercheurs ne connaissent pas encore toutes les parties du circuit, ni le code qu'il utilise, mais en contrôlant les signaux des neurones ChAT+, Kuo et ses collègues de Duke ont établi que ces neurones sont nécessaires et suffisants pour contrôler la production de nouveaux neurones à partir de la SVZ. niche.

"Nous avons travaillé pour déterminer comment la neurogenèse est maintenue dans le cerveau adulte. Il est très inattendu et excitant de découvrir cette passerelle cachée, un circuit neuronal qui peut directement ordonner aux cellules souches de fabriquer des neurones plus immatures", a déclaré Kuo, qui est également George W. Brumley, Jr. MD professeur adjoint de biologie du développement et membre du Duke Institute for Brain Sciences. "C'est cette chasse au trésor fascinante qui a semblé sans issue à plusieurs reprises !"

Kuo a déclaré que ce projet avait été lancé il y a plus de cinq ans lorsque l'auteur principal Patricia Paez-Gonzalez, une boursière postdoctorale, a découvert des processus neuronaux en contact avec des cellules souches neurales tout en étudiant comment la niche SVZ était assemblée.

Les jeunes neurones produits par ces signaux étaient destinés au bulbe olfactif des rongeurs, car la souris a une grande partie de son cerveau consacrée au traitement de l'odorat et a besoin de ces nouveaux neurones pour soutenir l'apprentissage. Mais chez les humains, avec un bulbe olfactif beaucoup moins impressionnant, Kuo a déclaré qu'il était possible que de nouveaux neurones soient produits pour d'autres régions du cerveau. Une de ces régions peut être le striatum, qui assure la médiation des contrôles moteurs et cognitifs entre le cortex et les noyaux gris centraux complexes.

"Le cerveau cède des biens immobiliers de premier ordre autour des ventricules latéraux pour la niche SVZ abritant ces cellules souches", a déclaré Kuo. « Est-ce une sorte d'usine qui prend les commandes ? » Le boursier postdoctoral Brent Asrican a fait une observation clé selon laquelle les ordres des nouveaux neurones ChAT+ étaient clairement entendus par les cellules souches SVZ.

Des études sur les accidents vasculaires cérébraux chez les rongeurs ont noté que les cellules SVZ migraient apparemment dans le striatum voisin. Et le mois dernier, dans la revue Cell, une équipe suédoise a observé pour la première fois des neurones de contrôle nouvellement créés, appelés interneurones, dans le striatum humain. Ils ont signalé qu'il est intéressant de noter que chez les patients atteints de la maladie de Huntington, cette zone semble manquer d'interneurones nouveau-nés.

"Il s'agit d'une population cellulaire très importante et pertinente qui contrôle ces cellules souches", a déclaré Sally Temple, directrice du Neural Stem Cell Institute de Rensselaer, NY, qui n'était pas impliquée dans cette recherche. "C'est vraiment intéressant de voir comment les innervations entrent en jeu maintenant dans la zone sous-ventriculaire."

L'équipe de Kuo a découvert ce système en suivant la signalisation cholinergique, mais d'autres groupes arrivent dans le même créneau en suivant les signaux dopaminergiques et sérotoninergiques, a déclaré Temple. "C'est une zone très chaude car c'est une belle niche de cellules souches à étudier. C'est cette magnifique niche où vous pouvez observer les interactions de cellule à cellule."

Ces fils émergents ont permis à Kuo d'espérer que les chercheurs finiront par trouver le moyen "d'engager certains circuits du cerveau pour conduire à une mise à niveau matérielle. Ne serait-il pas bien de pouvoir mettre à niveau le matériel cérébral pour suivre le nouveau logiciel ?" Il a dit qu'il y aurait peut-être un moyen de combiner la thérapie comportementale et les traitements par cellules souches après une lésion cérébrale pour reconstruire une partie des dommages.

Les questions à venir sont à la fois en amont des nouveaux neurones ChAT+ et en aval, dit Kuo. En amont, quels signaux cérébraux indiquent aux neurones ChAT+ de commencer à demander aux cellules souches des neurones plus jeunes ? En aval, quelle est la logique gouvernant la réponse des cellules souches aux différentes fréquences d'activité électrique ChAT+ ?

Il y a aussi le gros problème de pouvoir d'une manière ou d'une autre introduire de nouveaux composants dans un circuit neuronal existant, une pratique à laquelle certaines parties du cerveau pourraient normalement résister. "Je pense que certains circuits neuronaux accueillent de nouveaux membres, et d'autres non", a déclaré Kuo.

En plus de Paez-Gonzalez, Asrican et Kuo, Erica Rodriguez, étudiante diplômée du programme de formation en neurobiologie, est également auteure. Cette recherche a été soutenue par les National Institutes of Health, David & Lucile Packard Foundation et George Brumley Jr. Endowment.


Voir la vidéo: INVESTIGATING THE ROLE OF DLX5 AND FOXG1 IN THE NEURAL DEVELOPMENT OF A MONOGAMOUS SPECIES (Février 2023).